Caractéristique structurale des polysaccharides isolés de la commune de Nostoc, et leur potentiel comme piégeage des radicaux et activités antidiabétiques

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 22155 (2022) Citer cet article

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Dans cet article, le polysaccharide brut de Nostoc commune a été extrait par chauffage et par des méthodes assistées par ultrasons séparément, les polysaccharides homogènes HNCP3 et UNCP4 ont été obtenus après purification par chromatographie sur colonne de cellulose DEAE-52 et chromatographie sur colonne de gel Sephacryl G-100. Les structures de HNCP3 et UNCP4 ont été caractérisées par détermination du poids moléculaire, spectroscopie infrarouge, détection DSC, oxydation au periodate de sodium, réaction de dégradation de Smith et analyse de méthylation. La conformation de la solution a été étudiée par SEM et AFM. Les résultats ont montré que l'extraction assistée par ultrasons avait des effets sur le poids moléculaire, la composition en monosaccharides, le rapport molaire et la configuration de la commune de Nostoc. La chaîne principale de HNCP3 et UNCP4 était → 6)-D-Glcp(1→ et → 2, 6)-D-Glcp, mais UNCP4 contenait des branches 1, 2, 6-galactose et 2, 3-Me2-D-Ara , contrairement à HNCP3. Les résultats de la composition en monosaccharides ont indiqué que le mannose était présenté à la fois dans HNCP3 et UNCP4. SEM et AFM ont montré que la structure de UNCP4 était hélicoïdale et que les conformations de solution de HNCP3 et UNCP4 étaient différentes dans différents environnements de solution. Des études sur les radicaux DPPH, les anions superoxydes et les capacités de piégeage des radicaux hydroxyles ont montré que l'UNCP4 avait une activité antioxydante plus élevée, tandis que les études sur les activités antidiabétiques ont montré que l'effet hypoglycémique de l'UNCP4 était plus fort que celui de l'HNCP3. Par conséquent, l'extraction assistée par ultrasons (EAU) augmente la bioactivité du polysaccharide commun de Nostoc (NCP) ainsi que le taux d'extraction.

Nostoc commune est une espèce d'algue bleu-vert hétérocystique inférieure capable de former une couche de gelée étendue composée de polysaccharides, qui pousse vigoureusement dans les régions montagneuses arides sèches et froides1,2. La commune de Nostoc est riche en protéines, polysaccharides, acides aminés, lipides et une variété de vitamines et d'éléments métalliques, avec une valeur nutritionnelle riche. De nombreux rapports ont prouvé que différentes espèces de Nostoc contiennent une variété de composés médicinaux uniques (acides aminés, acides gras, polysaccharides, substances antimicrobiennes) qui présentent de bonnes bioactivités, telles que la fixation de l'azote3, réduisant le risque de coronaropathie4, l'antioxydation5, l'anti- microbico6, supprimant la croissance des cellules Jurkat lymphoïdes T humaines7, anti-tumorale8, etc. Jusqu'à présent, N. commune s'est également révélée riche en protéines, sucres et lipides, ainsi qu'en oligo-éléments et vitamines9, et a des fonctions physiologiques telles que l'anti-infection10, la diminution des taux de lipides sanguins11, l'activation de l'autophagie en régulant à la baisse la voie PI3K/AKT/mTOR12, antimicrobienne et anti-inflammatoire13, etc. auparavant utilisé comme ingrédient alimentaire ou médecine populaire pour la prévention et la guérison des maladies en Asie du Sud-Est14.

Il a été souligné que les polysaccharides de N. commune jouent un rôle important dans la résistance à la dessiccation extrême, en restaurant facilement l'activité métabolique et en ayant de nouvelles bioactivités lors de la réhydratation, et ces fonctions présentent une relation structure-activité15,16,17,18,19,20. Il est bien connu que la méthode d'extraction a un effet significatif sur le rendement, les caractéristiques structurelles et les activités biologiques des polysaccharides21,22. L'extraction conventionnelle à reflux par chauffage (HRE) est la méthode la plus couramment utilisée pour extraire les polysaccharides. Généralement, le rendement de ce procédé dépend fortement du temps et de la température d'extraction15,23. Cependant, la température d'extraction plus élevée et le temps d'extraction plus long peuvent entraîner la dégradation des polysaccharides et la réduction des activités pharmacologiques24. Par conséquent, plusieurs nouvelles techniques ont été utilisées pour extraire les polysaccharides afin d'augmenter le taux d'extraction25, telles que l'extraction assistée par ultrasons (EAU)26,27,28 et l'extraction assistée par micro-ondes (MAE). Cependant, peu de recherches ont été menées sur la comparaison des propriétés physiques, des caractéristiques structurelles et des bioactivités entre les polysaccharides obtenus par HRE et UAE. La technologie d'extraction assistée par ultrasons a été utilisée pour obtenir les polysaccharides bruts de la commune de Nostoc dans une étude précédente20. Dans cette étude, l'extraction par reflux chauffé conventionnelle, l'extraction assistée par ultrasons et la technologie de précipitation à l'alcool ont été utilisées pour préparer les polysaccharides bruts (NCP) de la commune de N. qui ont été collectés dans une zone froide et humide à une altitude d'environ 2000 m (comté de Weiyuan, Province de Gansu, Chine), puis les propriétés physicochimiques, les caractéristiques structurelles et les bioactivités des segments purifiés par chromatographie ont été étudiées pour évaluer les relations structure-activité.

10 mg/mL de HNCP3 et UNCP4 ont été respectivement chargés dans la colonne chromatographique DEAE-52 et élués avec une solution de NaCl dans la plage de 0 à 1,0 mol/L. L'élution avec 0,3 mol/L de NaCl a été recueillie et tracée par la méthode à l'acide phénol sulfurique, deux pics ont été obtenus avec des récupérations de 29,34 % et 34,28 %. Après dialyse et lyophilisation, l'échantillon a été purifié davantage par colonne de chromatographie Sephadex G 100, deux pics symétriques étroits nommés HNCP3 et UNCP4 ont été obtenus (Fig. 1A, B) avec des taux de récupération de 80,9 % et 86,4 %, ce qui indiquait HNCP3 et UNCP4 pourrait être des composants homogènes de polysaccharide29. Par conséquent, UAE était une technique plus efficace pour obtenir un rendement plus élevé en polysaccharides de N. commune que HRE, et a plus de molécules avec des propriétés physiques et chimiques similaires en raison de la cavitation, des effets mécaniques et thermiques synthétiquement30.

Profils d'élution et distributions de poids moléculaires de HNCP3 et UNCP4 purifiés par colonne de cellulose DEAE-52 et colonne Sephadex G-100. (A) : La courbe d'élution de HNCP3 purifié par Sephadex G100 ; (B) : La courbe d'élution de UNCP4 purifié par Sephadex G100 ; (C) : distributions de masse moléculaire de HNCP3 par chromatographie liquide haute performance couplée à la détermination de diffusion de lumière laser multi-angle ; (D) : Distributions de poids moléculaires de UNCP4 par chromatographie liquide haute performance couplée à une détermination de diffusion de lumière laser multi-angle.

Les poids moléculaires moyens de HNCP3 et UNCP4 ont été évalués par la technique HPSEC-MALLS-RID, comme indiqué dans le tableau 1 et les figures 1C, D. Tous les échantillons HNCP3 et UNCP4 présentaient des structures de composition similaires avec différentes distributions de poids moléculaire, indiquant que HNCP3 et UNCP4 étaient des hétéropolysaccharides. Les Mw les plus élevés de HNCP3 et UNCP4 étaient de 48,6 kDa et 14,54 kDa, respectivement, tandis que les Mn les plus bas étaient de 22,72 kDa et 44,32 kDa, respectivement. Comme le montre le tableau 1, le poids moléculaire moyen de UNCP4 était inférieur à celui de HNCP3, et la distribution de faible poids moléculaire de UNCP4 (68,57 %) était supérieure à celle de HNCP3 (46,18 %), ce qui suggère que la méthode UAE pourrait produire une plus grande quantité de fractions à faible Mw que la méthode HRE traditionnelle31. Cela pourrait être attribué au fait que les polysaccharides ont été dégradés par les ultrasons dans une certaine mesure et qu'une partie des fractions à Mw élevé a été convertie en fractions à faible Mw, augmentant ainsi les quantités de fractions à faible Mw. Le même phénomène a également été observé dans le rapport précédent29.

Les compositions de monosaccharides des échantillons ont été déterminées par GC – MS et les résultats ont été présentés à la Fig. 2. HNCP3 et UNCP4 ont été analysés en faisant correspondre leurs temps de rétention avec ceux des monosaccharides standard (Fig. 2A), indiquant que les deux polysaccharides avaient les différents compositions monosaccharidiques. HNCP3 était composé de rhamnose, mannose, glucose, galactose dans un rapport molaire de 0,65 : 0,55 : 2,91 : 2,73 et UNCP4 était composé de mannose, arabinose, glucose dans un rapport molaire de 0,30 : 6,84 : 2,81. Les résultats ont montré que HNCP3 et UNCP4 étaient enrichis en glucose, indiquant que le glucose était le monosaccharide prédominant. S. Jensen a rapporté que la composition monosaccharidique de Nc-5-s purifiée à partir d'un extrait alcalin de N. commune était Glc, GlcA, Xyl, Man, Ara, Rib, Gal dans le rapport de 24 : 24 : 15 : 13 : 13 : 7 : 4. Alors que le monosaccharide d'un polysaccharide soluble dans l'eau (NSKP) purifié en précipitant l'extrait d'eau chaude de Nostoc avec 40 % (v/v) d'eau chaude d'éthanol était composé de mannose, glucose, xylose, galactose et glucuronique acide avec un rapport molaire de 1,00 : 1,92 : 0,97 : 1,02 : 0,9132. Ces résultats ont démontré que la différence de composition en monosaccharides était causée par les différentes méthodes de traitement et les différentes sources de matériaux33.

Spectres GC-MS de l'échantillon de référence. (A) HNCP3 ; (B) UNCP4 ; (C) UNCP ; (D) Le chromatogramme d'ions totaux de l'analyse de méthylation de HNCP par GC-MS ; (E) Le chromatogramme d'ions totaux de l'analyse de méthylation de l'UNCP par GC-MS ; (F) Le chromatogramme ionique total du produit méthylé de HNCP3 ; (G) Le chromatogramme ionique total du produit méthylé de l'UNCP4.

Selon les résultats de la réaction d'oxydation du periodate, les consommations de periodate de sodium de HNCP3 et UNCP4 étaient de 0,61 mol et 0,93 mol, et les quantités totales d'acide formique produites ont été calculées comme étant de 0,43 mol et 0,65 mol. Les rapports molaires de la consommation d'acide périodate à la production d'acide formique étaient de 1,42 et 1,43, respectivement, indiquant que HNCP3 et UNCP4 pourraient contenir des liaisons glycosidiques de 1 → 2, 1 → 2, 6, 1 → 3, 1 → 3, 6, etc34. Le GC de la dégradation de Smith de HNCP3 a été présenté à la Fig. 2D. La détection du glycérol suggère que HNCP3 peut contenir une liaison glycosidique 1→ , 1→ 2, 1 → 6 et 1 → 2,6. La détection de l'érythritol a démontré que le type de liaison de la formation de l'érythritol existait, à savoir 1 → 4 et 1 → 4, 6-hexose. Pendant ce temps, la détection du rhamnose, du mannose, du glucose et du galactose a révélé que les polymères peuvent être liés par quatre types de monosaccharides avec 1 → 3, 1 → 2, 3, 1 → 3, 4, 1 → 3, 6 et 1 → 2, 3, 4 liaisons glycosidiques. Le GC de la dégradation de Smith de UNCP4 a été présenté à la Fig. 2E, la formation d'érythritol a indiqué la présence possible d'hexoses à liaisons 1 → 4 et 1 → 4, 6. La détection de mannose et de glucose et l'augmentation de la teneur en glucose par rapport aux échantillons sans oxydation au periodate ont montré que la plupart des UNCP4 n'étaient pas oxydés par le periodate, et le polymère principalement lié à 1 → 3 ou 1 → 2,3 ou 1 → 2, 4 ou 1 → 3, 4 ou 1 → 3, 6 ou 1 → 2, 3, 6 ou 1 → 2,4,6 ou 1 → 3, 4, 6 liaisons glycosidiques. Une analyse de méthylation a été effectuée pour déterminer les liaisons inter monosaccharides dans HNCP3 et UNCP4 par GC / MS (Fig. 2F, G), et les détails de liaison ont été présentés dans le tableau 2. Les résultats ont démontré que les produits méthylés de HNCP3 étaient au total six libérations de 2, 4, 6-Me3-Glcp [pic 1 : → 3)-Glcp-(1 →], 2, 3, 6-Me3-Glcp [pic 2 : → 4)-Glcp-(1 →], 3 , 4, 6-Me3-Galp [pic 3 : → 2-Galp-(1 →], 2, 4-Me2-Galp [pic 4 : → 2, 6)-Galp-(1 →], 2, 3, 4-Me3-Glcp [pic 5 : → 6)-Glcp-(1 →], 2, 3, 4-Me3-Galp [pic 6 : → 6)-Galp-(1 →] dans un rapport molaire relatif de 1 : 1,34 : 1,28 : 1,98 : 3,32 : 3,12 (tableau 2). Aucun rhamnose n'a été détecté en raison du rapport molaire inférieur dans ce polysaccharide. L'unité répétitive suivante de HNCP3 a été déduite comme suit :

Le produit méthylé de UNCP4 était composé du 2, 4-Me2-Rhap [pic 1 : → 3)-Rhap-(1→], 2, 3-Met-Glcp [pic 2 : → 4, 6)-Glcp- (1 →], 2, 3, 4-Me3-Glcp [pic 3 : → 6)-Glcp-(1 →], 2, 3, 4, 6-Me4-Glcp [pic 4 : → 4)-Glcp- (1 →], , 3, 6-Men-Glcp [pic 5 : → 3)-Glcp-(1 →], 2, 4-Me2-Glcp [pic 6 : → 3, 6)-Glcp-(1 → ] dans un rapport molaire relatif de 1 : 24,63 : 36,13 : 41,32 : 9,87 : 17,78 (tableau 2).Les résultats ont révélé que la présence de l'unité répétitive suivante dans l'UNCP4.

À l'heure actuelle, une variété de polysaccharides végétaux ont été signalés comme ayant des activités antioxydantes, y compris les algues vertes, les algues brunes et les algues rouges et d'autres polysaccharides d'algues35,36,37. Il a été rapporté que la plupart des polysaccharides ayant des activités biologiques exceptionnelles sont liés par des liaisons glycosidiques (1 → 3), qui ont une structure de squelette β–(1 → 3)-D-glucane avec quelques chaînes latérales38,39. Cependant, la structure et la stéréoconfiguration des polysaccharides végétaux sont très complexes et leur relation structure-fonction reste à étudier plus avant. Un champignon comestible ( Calocybe indica ) a été signalé qui possède une activité immunostimulatrice et le squelette structurel primaire a la même unité glycoside α-D-Glcp- (1 → 4) que HNCP3 et UNCP440. Le polysaccharide des feuilles de Toona sinensis a de bons effets antioxydants et autres effets protecteurs contre les lésions hépatiques aiguës chez la souris41. Dans lequel, la chaîne principale du polysaccharide TSP-1 des feuilles de Toona sinensis a la même unité glycosidique α-D-Manp-(1 → 6) que HNCP3 et la même unité glycosidique α-D-Glcp-(1 → 6) que UNCP4. Alors que la chaîne ramifiée a la même unité glycosidique α-D-Glcp-(1 →) que HNCP3 et la même unité glycosidique α-D-Manp-(1 → 3) que UNCP4. La détection de la structure primaire du polysaccharide commun de Nostoc a prouvé que sa chaîne principale de polysaccharide a α-D-Glcp-(1 → 4), α-D-Manp-(1 → 6) ou α-D-Glcp-(1 → 6) glycoside, tandis que la chaîne latérale a un glycoside α-D-Glcp-(1 →) ou α-D-Manp-(1 → 3), il a donc été supposé avoir une activité antioxydante potentielle. En un mot, ces résultats de méthylate étaient cohérents avec les observations d'oxydation au periodate et de dégradation de Smith de HNCP3 et UNCP4.

Aucune différence visible n'a pu être observée entre les spectres du HNCP3 et de l'UNCP4, comme indiqué sur les figures 3A, B, indiquant que le HNCP3 et l'UNCP4 extraits par les différentes méthodes avaient des groupes fonctionnels similaires. Dans les détails, les absorptions étaient très évidentes à 3400 cm−1 et 1100 cm−1, causées par l'étirement et la vibration angulaire de la liaison O–H42. L'absorption à 3423,085 cm−1 a été attribuée à la vibration d'étirement CH. Un pic d'étirement asymétrique à 1637 cm-1 et un pic d'absorption à environ 1412 cm-1 étaient les indicateurs de la présence de groupes carbonyle et carboxyle étirant la vibration43,44. Les deux pics d'absorption à 1064,531 cm−1 et 1062,603 cm−1 correspondaient aux vibrations d'étirement de C–O–C ou C–O–H d'un cycle pyranose, confirmant que HNCP3 et UNCP4 contenaient du sucre pyranose45. Le pic moyen à 590 cm-1 et le pic faible à 586 cm-1 étaient associés à la présence de liaisons α et β-glycosidiques, respectivement.

Spectres FT-IR de HNCP3 (A) et UNCP4 (B). (NCP sont des polysaccharides communs Nostoc). DSC détecte HNCP3 (C) et UNCP4 (D).

Le spectre thermogravimétrique (TG) a été utilisé pour déterminer la perte de poids de HNCP3 et UNCP4 lors d'un chauffage de 25 à 300 °C. Comme le montrent les Fig. 3C, D, les résultats ont révélé une perte de poids en une étape correspondant à la perte d'eau autour de 25 à 248 ° C. La courbe a montré que l'UNCP4 ne se décomposait pas avant 248 °C avec une perte de poids relativement régulière de 10,97 % à 71,97 °C, tandis que le HNCP4 commençait à se décomposer à 216 °C avec une perte de poids plus rapide de 13,35 % à 90,09 °C. Il a été rapporté46 que de l'eau s'est formée par condensation intra- et intermoléculaire d'hydroxyles polymères et que la décomposition du polymère s'est produite à des températures inférieures à 300 °C. Le taux de perte de poids de l'UNCP4 était inférieur à celui de l'HNCP3, ce qui indique que l'UNCP4 pourrait avoir une bonne stabilité thermique ou avoir des textures grondantes et des surfaces grossières non consolidées47.

La calorimétrie à balayage différentiel (DSC) a été appliquée pour déterminer les changements exothermiques ou endothermiques avec l'augmentation de la température de HNCP3 et UNCP4 (Fig. 3C, D). Dans lequel, les trois points de température clés impliqués dans le changement d'énergie ont été marqués comme T0 (température initiale), Tp (température intermédiaire) et Tc (température finale). Les deux polysaccharides présentaient des parties amorphes. Les températures de transition vitreuse de HNCP3, UNCP4 se sont produites à 61,2 °C et 62,8 °C sans pics de fusion. Les transitions endothermiques continues (larges) ont été observées comme une indication de la perte d'humidité dans HNCP3 et UNCP4. La figure 3C affichait que la valeur de changement d'enthalpie de HNCP3 était de -211,6 J/g et que le pic exothermique était relativement doux avec une température dépassant 249,9 °C, et la réaction de pyrolyse s'est déroulée de manière relativement fluide. Néanmoins, la valeur de changement d'enthalpie de HNCP3 était de - 226, 1 J / g et un pic exothermique abrupt s'est produit à une température supérieure à 248, 4 ° C et la réaction de pyrolyse s'est déroulée plus vigoureusement (Fig. 3D). En un mot, il y avait une petite différence entre les deux polysaccharides par l'analyse des courbes DSC.

Différentes méthodes d'extraction pourraient affecter les microstructures des polysaccharides48,49, la morphologie et les structures de HNCP3 et UNCP4 ont été observées par SEM et AFM (Fig. 4) dans cet article. À la résolution de 100 μm, la surface de HNCP3 était lisse et irrégulièrement dentelée avec une connexion filamenteuse et en forme de feuille (Fig. 4A), et UNCP4 présentait la surface lisse et uniforme la plus élevée avec la structure prononcée des vides en nid d'abeille et hélicoïdale ( Fig. 4B), qui indiquait que les changements entre les deux polysaccharides pourraient être dus au long temps de chauffage, à la température élevée et à l'effet de cavitation provoqué par les vibrations ultrasonores. Ces résultats étaient similaires aux résultats précédemment rapportés selon lesquels les EAU avaient un effet plus drastique sur la microstructure des polysaccharides50.

Micrographies électroniques à balayage de la commune de Nostoc : images MEB de HNCP3 et UNCP4 obtenues au microscope JSM-7001E dans la barre d'échelle de 100 p. m (A) et 10 p. m (B); (C, D) Micrographies à force atomique de HNCP3 et UNCP4 obtenues en mode tapping en utilisant un instrument Multimode 8 (Bruker, USA).

Pour observer davantage les structures fines de HNCP3 et UNCP4, l'AFM a été utilisé pour l'observation morphologique. Comme le montre la figure 4C, D, les molécules HNCP3 et UNCP4 étaient ellipsoïdales. Les molécules UNCP4 étaient lâches et uniformes en taille et en forme, et la longueur horizontale des molécules était de 226,56 nm avec une hauteur verticale de 7,126 nm. Par rapport à UNCP4, les molécules HNCP3 présentaient différentes tailles et formes avec un grand nombre de micelles sphériques et une petite quantité de dispersion, et la longueur horizontale des molécules était de 101,56 nm avec une hauteur verticale de 13,961 nm. Selon les résultats ci-dessus, nous pourrions supposer que l'agrégation moléculaire existait dans UNCP4 et que ses unités structurelles pourraient se ramifier et s'enchevêtrer les unes avec les autres. L'analyse SEM et AFM a fourni des preuves solides de l'amélioration de l'efficacité de l'extraction des polysaccharides par les EAU.

Divers mécanismes d'anti-oxydation ont été rapportés, notamment la suppression de l'initiation de la chaîne, la chélation des ions métalliques, la décomposition des peroxydes et le piégeage des radicaux51,52. Cependant, le mécanisme d'action des activités antioxydantes de HNCP3 et UNCP4 restait incertain. Les activités antioxydantes de HNCP3 et UNCP4 ont été estimées et présentées à la Fig. 5, à savoir que les taux de nettoyage des radicaux libres augmentaient progressivement avec l'augmentation des concentrations des échantillons. La figure 5A montre les activités de piégeage de HNCP3 et UNCP4 sur le radical DPPH· comparé à Vc. Parmi tous les échantillons, la solution de contrôle positif Vc avait le taux de clairance le plus élevé, atteignant le maximum de 95,41 % à la concentration de 0,2 mg/mL. UNCP4 présentait également une capacité de piégeage relativement plus forte (52,72 %) que HNCP3 (40,21 %) à la concentration de 1,0 mg/mL. Les résultats de l'élimination des radicaux anion superoxyde par HNCP3 et UNCP4 ont été présentés sur la figure 5B. La capacité de piégeage a augmenté de manière significative avec l'augmentation de la concentration de 0,2 à 1,0 mg/mL, et les taux de clairance maximum de HNCP3 et UNCP4 à 1,0 mg/mL étaient de 30,12 % et 26,02 % respectivement. La figure 5C a montré les effets de HNCP3 et UNCP4 sur le piégeage ·OH, les taux de clairance les plus élevés atteignant respectivement 22,71 % et 26,70 %, qui étaient significativement inférieurs à l'effet de piégeage de Vc sur les radicaux hydroxyles. Des études antérieures ont rapporté que l'effet de piégeage du polysaccharide brut (HRSA) de N. commune sur HO·pourrait atteindre 92,71 % avec une concentration de 10 mg/mL53. Les mécanismes de l'action antioxydante de HNCP3 et UNCP4 pourraient être la capacité de la molécule à fournir des atomes d'hydrogène aux radicaux libres, mettant ainsi fin aux réactions en chaîne des radicaux libres et convertissant les radicaux libres en produits inoffensifs15,54. Dans cet article, HNCP3 et UNCP4 ont montré différentes activités antioxydantes, qui ont été attribuées à leurs rapports de composition de monosaccharides et à leurs liaisons de chaîne latérale. De plus, les ondes ultrasonores pourraient dégrader de manière appropriée les polysaccharides de poids moléculaire élevé et modifier leurs activités antioxydantes55.

Activités antioxydantes de HNCP3, UNCP4 et de la vitamine C (Vc). Remarque : (A) Effet de différentes concentrations d'échantillons sur les activités de piégeage des radicaux DPPH ; (B) Effet de différentes concentrations d'échantillons sur l'élimination des radicaux hydroxyle ; (C) Effet de différentes concentrations d'échantillons sur l'élimination de l'anion superoxyde.

Il a été rapporté que des propriétés physiques telles que le poids moléculaire, la solubilité et la viscosité des polysaccharides, ainsi que la méthode d'extraction des polysaccharides pourraient affecter l'effet antioxydant des polysaccharides végétaux56. Yang et al. ont constaté que l'extraction à l'eau chaude et l'extraction assistée par ultrasons des polysaccharides de Pleurotus citrinopileatus avaient une capacité de piégeage des radicaux libres plus forte que l'extraction alcaline57. De plus, Ni et al. ont étudié la composition en monosaccharides de huit polysaccharides végétaux et leur activité de piégeage du DPPH. Les résultats ont montré que la capacité de piégeage des radicaux DPPH des huit polysaccharides n'était pas liée à la teneur en polysaccharides mais à la microstructure, et la manière et l'intensité spécifiques de l'effet de la composition des monosaccharides sur l'activité antioxydante des polysaccharides doivent être étudiées plus en détail58. Dans cette étude, lorsque la concentration de polysaccharides extraits par deux types de méthodes d'extraction était de 1 mg/mL, l'effet antioxydant de UNCP4 était légèrement plus fort que celui de HNCP3, mais pas de manière significative.

HNCP3 et UNCP4 pourraient inhiber les activités de l'α-amylase et de l'α-glucosidase, impliquées dans le métabolisme du glucose en réduisant le clivage des liaisons glycosidiques glucidiques et en libérant du glucose. Comme le montre la figure 6A, le taux d'inhibition de l'acarbose sur l'α-glucosidase a atteint le maximum de 86,42 ± 1,59 % lorsque la concentration des échantillons était de 3,0 mg/ml, et les taux d'inhibition les plus élevés de HNCP3 et UNCP4 ont également été obtenus avec la valeur de 60,03 ± 1,58 % et 79,01 ± 1,41 %, respectivement. Pendant ce temps, les activités inhibitrices de HNCP3 et UNCP4 sur l'α-glucosidase ont été montrées sur la figure 6B, où le rapport d'inhibition présentait la relation dose-dépendante. Les taux d'inhibition les plus élevés de HNCP3 et UNCP4 sur l'α-amylase étaient de 57,76 ± 1,88 % et 77,72 ± 2,03 %, respectivement. Les résultats ont montré que HNCP3 et UNCP4 pouvaient empêcher le métabolisme des glucides dans les aliments et réduire efficacement la glycémie postprandiale dans le corps59.

Taux d'inhibition de l'α-amylase et de l'α-glucosidase par HNCP3 et UNCP4.

En fait, il a été constaté que de nombreux extraits de plantes et de fruits possédaient des effets inhibiteurs sur l'α-glucosidase avec des effets secondaires minimes60. Bien que HNCP3 et UNCP4 aient eu des effets inhibiteurs inférieurs à ceux du médicament acarbose, les résultats ont indiqué qu'ils pourraient être les inhibiteurs potentiels de l'α-glucosidase. Dans cette étude, la différence dans les activités inhibitrices de HNCP3 et UNCP4 pourrait être due au fait que l'extraction assistée par ultrasons pourrait extraire et/ou conserver plus de composés bioactifs ayant une activité anti-hyperglycémique en peu de temps dans des conditions de température moyenne61.

La commune de Nostoc est riche en protéines, calcium, phosphore, fer et autres nutriments, et est utilisée depuis longtemps comme ingrédient pour la consommation humaine, avec pour effet de réduire les graisses, d'éliminer la chaleur et d'éclaircir les yeux, etc. L'activité biologique de polysaccharide, l'ingrédient actif important dans la commune de Nostoc, n'est pas claire. Ces dernières années, avec le développement vigoureux des antioxydants, il s'est progressivement développé de simple antioxydant synthétique à un piégeur de radicaux libres naturel, vert, efficace et peu toxique in vivo obtenu à partir de produits naturels. Le diabète est l'une des trois maladies les plus persistantes menaçant la santé humaine, avec un taux de mortalité juste derrière les maladies cardiovasculaires et le cancer. Le développement de médicaments thérapeutiques pour le diabète a été un sujet de recherche brûlant. De nombreux types de polysaccharides se sont avérés avoir une certaine activité antidiabétique dans les composants de produits naturels. Par conséquent, dans cette étude, les polysaccharides de la commune de Nostoc extraits par extraction à l'eau chaude et extraction assistée par ultrasons ont été purifiés et caractérisés structurellement. Leurs activités antioxydantes et antidiabétiques ont également été étudiées de manière exploratoire. Les résultats ont montré que HNCP3 et UNCP4 ont certaines activités de piégeage des radicaux libres.

L'α-amylase et l'α-glucosidase sont des enzymes importantes dans la digestion des glucides dans les aliments. Les inhibiteurs de l'α-amylase et les inhibiteurs de l'α-glucosidase peuvent inhiber l'activité de l'α-amylase et de l'α-glucosidase, ralentir la conversion et l'absorption du glucose, réduire le pic de glycémie postprandial et ajuster la glycémie, réduisant ainsi la stimulation de glucose sanguin vers le pancréas, améliorant la sensibilité de l'insuline, protégeant la fonction du pancréas et prévenant et améliorant efficacement l'apparition et le développement du diabète. Dans cette étude, les activités inhibitrices in vitro des polysaccharides extraits par les deux méthodes contre l'α-amylase et l'α-glucosidase ont été examinées, et il était clair que HNCP3 et UNCP4 avaient certains effets antidiabétiques.

Dans l'étude, le poids moléculaire moyen de HNCP3 était supérieur au poids moléculaire moyen de UNCP4. La spectroscopie infrarouge a indiqué les caractéristiques conformationnelles de UNCP4 et HNCP3, c'est-à-dire que les deux polysaccharides avaient des pics d'absorption caractéristiques similaires (vibration d'étirement O – H, vibration d'étirement C – H, vibration angulaire variable C – H et liaison C – O) et pic différent transmissions. Les images AFM et SEM ont montré l'agrégation moléculaire et la conformation des polysaccharides. HNCP3 était lâche et présentait une texture fibreuse douce, tandis que UNCP4 était sèche et avait quelques branches en surface. Le dosage des composants monosaccharidiques a montré que la composition monosaccharidique de HNCP3 et UNCP4 ne différait que par le rapport molaire. La comparaison des activités antioxydantes des deux polysaccharides a indiqué que l'UNCP4 avait de fortes activités antioxydantes et hypoglycémiantes. En résumé, l'extraction assistée par ultrasons a eu un certain effet sur la structure et la conformation de la solution de NCP, en particulier l'effet sur les propriétés de la solution et la conformation de la chaîne pourrait affecter l'activité biologique des polysaccharides. Par conséquent, il est d'une grande importance d'étudier systématiquement l'effet des ultrasons sur la structure avancée des polysaccharides de la médecine traditionnelle chinoise.

Nostoc commune est une plante appartenant au genre Nostocaceae, Cyanobacteria, Nostocaceae. Morphologiquement, il est initialement gélatineux et sphérique, puis se dilate en lamelles, jusqu'à 10 cm, comme un cortex gélatineux, olive foncé ou brun thé, brun foncé ou noir après séchage. Les filaments d'algues sont enroulés, et ce n'est qu'au périmètre du groupe qu'il y a des gaines gélatineuses évidentes, brun jaunâtre, épaisses et laminaires, et resserrées au septum transversal. Les fructifications séchées à l'air de la commune N. ont été obtenues auprès de Gansu Kangxinyuan Ecological Agriculture Technology Development Co., Ltd (Lanzhou, province de Gansu, Chine. La production de matières premières doit se référer à la norme d'entreprise de sécurité alimentaire Q/SXZN0001S-2019 Ground Plantes molles (cultivées ou sauvages), y compris la collecte de matériel végétal, conformes aux directives et législations institutionnelles, nationales et internationales pertinentes.), réduites en poudre fine de 0,178 mm par un pulvérisateur à grande vitesse (FZ102, Beijing Zhongxing Weiye Instrument Co., Ltd., Pékin, Chine), et stocké à température ambiante jusqu'à son utilisation. Les étalons de monosaccharide (c.-à-d., rhamnose, arabinose, galactose, glucose, xylose, mannose, fucose, acide glucuronique) α-amylase ont été achetés auprès de Solarbio Science & Technology Co., Ltd. (Pékin, Chine), 1,1-diphényl-2 -picrylhydrazyl (DPPH), une solution d'acarbose, du p-nitrophénol glucopyranoside (PNPG) et de l'α-glucosidase ont été achetés chez Sigma-Aldrich (USA). Tous les autres réactifs sont de qualité analytique.

L'EDH a été réalisée sur la base de la méthode rapportée précédemment avec quelques modifications62. La poudre de N. commune (5 g) a été extraite au reflux avec de l'eau déminéralisée (250 mL) dans un ballon à fond plat à 85 °C pendant 190 min, et l'extrait a été traité trois fois par la méthode de Savage (Chloroforme : alcool butylique dans rapport 4: 1) pour éliminer les protéines. La solution de déprotéinisation a été précipitée (4 °C pendant 12 h) par addition d'éthanol anhydre à une concentration finale de 80 % (V/V), et le précipité a été lyophilisé par lyophilisateur sous vide (SCIENIZ-18 N, Ningbo Biotechnology Co ., Ltd., Ningbo, Chine) pour obtenir le polysaccharide brut de N. commune (HNCP).

La procédure détaillée des EAU des polysaccharides bruts (UNCP) a été réalisée comme nous l'avons décrit précédemment63. L'UNCP a été extrait dans des conditions d'extraction optimales à un rapport solide-liquide de 1: 50, solvant d'éthanol anhydre, température d'extraction de 353,15 K, puissance ultrasonique de 540 W, temps d'extraction de 25 min, puis a été traité selon la description dans Section "Analyse des compositions de monosaccharides".

200 mg de HNCP et UNCP ont été préparés dans une solution à 10 mg/mL et chargés dans une colonne de chromatographie échangeuse d'anions DEAE-52 (2,6 × 45 cm), respectivement, et élués avec un gradient de NaCl par étapes de 0 à 1,0 mol/L à le débit de 1 mL/min. Les fractions HNCP3 et UNCP4 ont été recueillies avec une solution de NaCl à 0,3 mol/L, dialysées (MWCO : 8–14 kDa) et lyophilisées avec un rendement de 24,5 mg. L'échantillon lyophilisé a été purifié davantage par Sephadex G100 avec de l'eau déminéralisée au débit de 1 ml/min pour une étude plus approfondie. Le poids moléculaire de HNCP3 et UNCP4 a été déterminé par chromatographie liquide à haute performance couplée à la diffusion de la lumière laser multi-angle comme nous l'avons décrit précédemment.

Comme décrit dans le rapport précédent, les compositions monosaccharidiques de HNCP3 et UNCP4 ont été obtenues par chromatographie en phase gazeuse (GC) 63, la procédure détaillée était conforme aux méthodes rapportées avec quelques modifications. 30 mg de HNCP3 et UNCP4 ont été mélangés avec les 30 mL de solution de periodate de sodium (15 mmol/L), et les mélanges ont été suffisamment dissous avec un agitateur magnétique dans une pièce sombre à 4 °C. 1,0 ml de solution mélangée a été pipeté dans l'ampoule, placé dans une fiole jaugée de 250 ml et dilué au volume avec de l'eau déminéralisée. L'absorbance de la solution à 223 nm a été mesurée par un spectrophotomètre ultraviolet à des intervalles de 6 h jusqu'à ce que la valeur d'absorbance reste constante. La consommation de periodate a été calculée avec l'étalonnage du periodate de sodium. 2,0 ml de la solution réactionnelle ont été additionnés de 0,5 ml d'éthylène glycol pour terminer la réaction et ont été titrés par une solution standard de NaOH (0,01 mol/l) avec l'indicateur de phénolphtaléine. Les volumes de titrant ont été enregistrés et la quantité d'acide formique a été calculée selon la formule 1 suivante.

Remarque y est la production d'acide formique, x est la concentration précise de NaOH, n est le volume pour le titrage, v est le volume de réaction.

Les conditions chromatographiques GC étaient les suivantes : chromatographe en phase gazeuse ThermoITQ1100 ; détecteur FID ; Colonne capillaire en quartz flexible HP-5 (0,32 mm × 0,25 μm × 30 m); N2 comme gaz porteur ; 1 mL/min comme débit ; 1 : 10 comme rapport de division ; 220 °C comme température d'entrée ; 250 °C comme température du détecteur ; montée en puissance programmée (160 °C comme température de démarrage et montée en puissance jusqu'à 240 °C à 10 °C/min).

Les conditions chromatographiques HPLC étaient les suivantes : la colonne était TSK-GELG6000PWXL ; la phase mobile était une solution aqueuse d'itérate de sodium à 0,2 %, le débit était de 1 mL/min, la température de la colonne était de 30 °C, le détecteur était un détecteur à indice de réfraction différentiel et le volume d'injection était de 20 μL.

La solution de réaction d'oxydation d'acide périodique ci-dessus terminée par de l'éthylène glycol a été transférée dans un sac de dialyse (3500 Da) et dialysée avec de l'eau distillée pendant 48 h. 100 mg de borohydrure de sodium ont été ajoutés et mélangés dans l'obscurité pendant 24 h, puis la solution a été encore neutralisée avec de l'acide acétique à 50 % jusqu'à ce que l'excès de borohydrure de sodium soit décomposé. La solution neutralisée a été dialysée pendant 48 h et séchée par lyophilisation. L'échantillon séché (10 mg) a été hydrolysé avec 2 mL d'acide trifluoroacétique (2 mol/L) à 120 °C pendant 3 h, et répétitivement évaporé avec du méthanol pour éliminer l'excès d'acide trifluoroacétique. Le résidu a été traité avec le mélange de 0,5 mL de pyridine et 10 mg de chlorhydrate d'hydroxylamine à 95 °C pendant 30 min, puis acétylé avec 0,5 mL d'anhydride acétique à 95 °C pendant 35 min. L'acétylate a été séché par soufflage avec de l'azote, dissous avec 1 ml de chloroforme, lavé deux fois avec de l'eau distillée. 1 ml de solution de couche de chloroforme a été utilisé pour la détermination GC dans les conditions analytiques que nous avons établies64. 5 mg du monosaccharide standard, de la glycérine et de l'érythritol ont été prélevés respectivement et une analyse GC a été effectuée selon la méthode décrite ci-dessus.

En détail, 10 mg de HNCP3 et UNCP4 ont été dissous dans 1,5 mL de DMSO (1,5 mL), puis 1,5 mL de solution de NaOH (50 %)-DMSO (V:V = 1:1) ont été ajoutés et mis à réagir à 30 °C pendant 3h. De l'iodure de méthyle (0,5 ml) a été ajouté et agité à 30 °C pendant 2,5 h dans un endroit sombre sous protection N2, et la réaction a été terminée avec 1 ml d'eau désionisée. L'étape de fonctionnement ci-dessus a été répétée trois fois jusqu'à ce que le pic d'absorption du groupe OH disparaisse sensiblement. Les HNCP3 et UNCP4 méthylés ont ensuite été hydrolysés avec du H2SO4 (2 mol/L) à 120 °C pendant 2 h et séchés par évaporation rotative sous protection d'azote. L'échantillon séché par rotation a été dissous avec une solution de NaOH et secoué avec l'ajout de 25 mg de borohydrure de sodium à 25 ° C pendant 2 h, le pH a été ajusté à 5, 5–7, 0 avec de l'acide acétique pour éliminer l'excès de borohydrure de sodium.

Par la suite, les échantillons réduits ont été acétylés en mélangeant avec 0,7 ml de pyridine et 1 ml d'anhydride acétique à 90 ° C pendant 30 min. Le produit de réaction séché a été dissous dans de l'acétate d'éthyle puis analysé par un appareil GLC-MS (THERMO 1310 GC-ISQ LT MS, USA) équipé d'une colonne capillaire TG-200MS (30 mm × 0,25 mm, 0,25 µm). Le programme spécifique était le suivant : de 160 à 210 °C, la température était montée à une vitesse de 2 °C/min, puis portée à 240 °C à une vitesse de 5 °C/min, et enfin maintenue pendant 20 min . La plage de balayage MS a été fixée à m/z 35–4000.

Un spectrophotomètre FT-IR (Nicolet iS5, Thermo Fisher Scientific, USA) a été utilisé pour déterminer les groupes fonctionnels organiques de HNCP3 et UNCP4 dans la plage de balayage de 4000 à 400 cm-1 avec une résolution de 4 cm-165. HNCP3 et UNCP4 ont été placés dans un creuset Al2O3 et la température a été portée à 350 ° C à une vitesse de 10 ° C / min avec le gaz de protection d'azote sur un analyseur thermique simultané TGA / DSC (STA449C, Netzsch, Allemagne)66. La température de dénaturation a été calculée à l'aide du logiciel d'analyse de données Origin 9.0.

Afin d'étudier l'effet de différentes méthodes d'extraction sur la microstructure des polysaccharides, HNCP3 et UNCP4 ont été fixés sur des plaquettes de silicium recouvertes d'or et observés au microscope électronique à balayage (SEM, JSM-5600LV, American Kevex Company, Amérique). Pendant ce temps, 50 µL de HNCP3 et UNCP4 (1,0 µg/mL) ont été déposés sur un substrat de mica et séchés à température ambiante pendant une nuit. Ensuite, les transformations conformationnelles des macromolécules HNCP3 et UNCP4 ont été étudiées par AFM (MultiMode-HR, Brooke, USA)67.

Selon notre méthode précédemment décrite65,68,69, des solutions HNCP3, UNCP4 et Vc à différentes concentrations (0,2 mg/mL, 0,4 mg/mL, 0,6 mg/mL, 0,8 mg/mL, 1,0 mg/mL) ont été préparées pour évaluer leurs activités antioxydantes en termes de capacité de piégeage des radicaux DPPH, de capacité de piégeage des anions superoxydes et de capacité de piégeage des radicaux hydroxyle. Pour être précis, 1 mL de polysaccharides bruts de HNCP3 et UNCP4 avec des concentrations de 0,2 mg/mL, 0,4 mg/mL, 0,6 mg/mL, 0,8 mg/mL et 1,0 mg/mL ont été ajoutés dans les tubes à essai. 5 mL de solution de DPPH à 5 mmol/L ont ensuite été ajoutés, bien agités et placés dans l'obscurité pendant 30 min. Le mélange de 5 ml d'éthanol absolu et de 3 ml d'eau distillée a été utilisé comme référence et la valeur d'absorbance à 517 nm a été mesurée. L'activité de piégeage du DPPH a été calculée par la formule 2.

Remarque A0 est l'absorbance de la solution de contrôle à blanc avec de l'eau distillée au lieu de la solution d'échantillon ; Ai est l'absorbance de la solution échantillon ; Aj est l'absorbance de la solution d'échantillon avec de l'eau distillée au lieu de l'agent chromogénique.

1 mL de polysaccharides bruts de HNCP3 et UNCP4 avec des concentrations de 0,2 mg/mL, 0,4 mg/mL, 0,6 mg/mL, 0,8 mg/mL, 1,0 mg/mL et 3 mL de tampon Tris–HCl avec un pH de 8,2 ont été ajoutés aux tubes à essai. La réaction a été effectuée dans un bain-marie à 25°C pendant 20 min. Après avoir ajouté 0,3 mL de pyrogallol à 7 mmol/L et fait réagir pendant 4 min, 1 mL de HCl à 10 mol/L a été ajouté et l'absorbance a été mesurée à 420 nm. La capacité de piégeage des anions superoxydes a été calculée par la formule 2.

2 mL de polysaccharides bruts de HNCP3 et UNCP4 avec des concentrations de 0,2 mg/mL, 0,4 mg/mL, 0,6 mg/mL, 0,8 mg/mL, 1,0 mg/mL, 1 mL de 9 mmol/L FeSO4 et 2 mL de 9 Une solution d'acide salicylique et d'éthanol de mmol/L a été ajoutée aux tubes à essai. Ensuite, 2 mL de 8,8 mmol/L H2O2 ont été ajoutés et mis à réagir à température ambiante pendant 1 h. La valeur d'absorbance des échantillons a été mesurée à 510 nm par mise à zéro avec de l'eau distillée. La capacité de piégeage des radicaux hydroxyle a été calculée par la formule 2.

La capacité antidiabétique in vitro de HNCP3, UNCP4 a été évaluée par leur potentiel inhibiteur contre l'α-amylase et l'α-glucosidase qui pourraient métaboliser les glucides67. La concentration de l'échantillon (IC50) pour la capacité à inhiber l'enzyme de 50 % a également été calculée. Plus précisément, HNCP3 et UNCP4 ont été dissous dans un tampon phosphate (0,2 mo1/L, pH 6,6) à des concentrations de 1 mg/mL, 2 mg/mL, 3 mg/mL, 4 mg/mL, 5 mg/mL, 6 mg/ mL, respectivement. 0,2 mL de solution d'α-amylase (6 U/mL) a été ajouté aux solutions d'échantillons de différentes concentrations, suivi de 0,4 mL de solution d'amidon (1 %), et la réaction a été effectuée à 37 °C pendant 10 min. 2 ml de réactifs DNS ont été ajoutés séquentiellement et mis à réagir dans un lot d'eau bouillante pendant 10 min, l'absorbance a été mesurée à 520 nm comme décrit dans les rapports précédents70. Le taux d'inhibition de l'α-amylase a été calculé selon la formule 3.

Remarque A0 est l'absorbance du témoin à blanc, A1 est l'absorbance de l'échantillon de polysaccharide et A2 est l'absorbance du tube de base.

L'activité inhibitrice de l'α-glucosidase a été déterminée en mesurant la libération de p-nitrophénol à 405 nm dans une plaque 96 puits. Le mélange réactionnel contenant 20 µl de différentes concentrations d'échantillons, 10 µl d'α-glucosidase (2 U/ml), 50 µl de tampon phosphate (pH 6,8, 100 mM) a été incubé à 37 °C pendant 15 min. Ensuite, 20 µl de p-nitrophénol glucopyranoside (PNPG) (5 mM) ont été ajoutés et incubés à la même température pendant 20 min. La réaction a été stoppée par ajout de 150 µl de carbonate de sodium (0,1 M). L'acarbose a été utilisé comme standard. Le taux d'inhibition a été calculé selon la formule 4.

A0 est l'absorbance du blanc, A1 est l'absorbance de l'échantillon de polysaccharide, A2 est l'absorbance du blanc de l'échantillon et A3 est l'absorbance du contrôle.

Les données ont été exprimées en moyenne ± SD et examinées pour leur signification statistique de la différence avec la variance (ANOVA) et les tests T (et les tests non paramétriques) par GraphPadPrism5. Les valeurs de P inférieures à 0,05 ont été considérées comme statistiquement significatives.

Les contributions originales présentées dans l'étude sont incluses dans l'article et le matériel supplémentaire, d'autres demandes peuvent être adressées à l'auteur correspondant.

Analyse de variance

Polysaccharide commun de Nostoc

Extraction à reflux chauffant

Extraction assistée par micro-ondes

Extraction assistée par ultrasons

Spectre thermogravimétrique

Calorimétrie à balayage différentiel

Vitamine C

Polysaccharide nostoc commun 3 obtenu par extraction à reflux chauffé

Nostoc commune polysaccharide 4 obtenu par extraction assistée par ultrasons

1,1-diphényl-2-picrylhydrazyle

P-nitrophénol glucopyranoside

Chromatographie des gaz

Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier

Concentration inhibitrice demi-maximale

Diméthylsulfoxyde

Chromatographie en phase gazeuse et spectrométrie de masse

Analyseur thermogravimétrique

Seuil de poids moléculaire

Diéthylaminoéthyl-52

Microscope électronique à balayage

Microscope à force atomique

Activité de piégeage des radicaux hydroxyles

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Ce travail a été soutenu financièrement par Recherche sur la technologie de prévention et de contrôle des maladies épidémiques importantes des yacks - Étude sur de nouvelles préparations de médicaments vétérinaires tibétains (n ° XZ202101ZD0002N-05), Programme d'innovation en sciences et technologies agricoles de l'Académie chinoise des sciences agricoles (ASTIP, CAAS-LMY-03) et projet d'équipe de talents pour l'innovation et l'entrepreneuriat des jeunes du Gansu Longyuan (n° 2022lQTD38). Nous sommes reconnaissants à l'Institut de Physique Chimique de Lanzhou, Académie Chinoise des Sciences pour leur soutien technique pour déterminer la structure du NCP.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Xinjian Wang et Zhen Yang.

Laboratoire clé du projet de nouveaux médicaments pour animaux, province du Gansu, Laboratoire clé du développement pharmaceutique vétérinaire, Ministère de l'agriculture et des affaires rurales, Institut de l'élevage et des sciences pharmaceutiques de Lanzhou de l'Académie chinoise des sciences agricoles, Lanzhou, 730050, République populaire de Chine

Xinjian Wang, Zhen Yang, Yu Liu, Xuehong Wang, Hongjuan Zhang, Ruofeng Shang, Baocheng Hao et Shengyi Wang

Institut des sciences animales et vétérinaires, Académie tibétaine des sciences de l'agriculture et de l'élevage, Lhassa, 850009, République populaire de Chine

Cidan Laba et Cuomu Wujin

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XW, BH et SW ont conçu et conçu l'étude. XW, ZY et BH ont rédigé le manuscrit. ZY, XW, CL et CW ont préformé l'activité antioxydante et antidiabétique in vitro ; YL, HZ et RS ont aidé à analyser la structure du NCP ; BH et SW sont les auteurs correspondants de cet article.

Correspondance à Baocheng Hao ou Shengyi Wang.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Wang, X., Yang, Z., Liu, Y. et al. Caractéristique structurale des polysaccharides isolés de la commune de Nostoc, et leur potentiel comme piégeage des radicaux et activités antidiabétiques. Sci Rep 12, 22155 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-26802-x

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Reçu : 21 mars 2022

Accepté : 20 décembre 2022

Publié: 22 décembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-26802-x

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